基因修饰猪在异种器官移植中的研究进展

中华移植杂志（电子版）２０１７年５月第１１卷第２期Ｃｈｉｎ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｏｌａｎｔ（Ｅｌｅｃｔｒｏｎｉｃ　Ｅｄｉｔｉｏｎ），Ｍａｖ　２０１７．Ｖｏ１．１１，Ｎｏ．２　・１１９・　・综述・　基因修饰猪在异种器官移植中的研究进展　陈鹏飞　，　聂惠蓉　戴一凡　蔡志明　牟丽莎　，　【摘要】　器官移植是治疗终末期器官衰竭的最有效手段，但供器官严重匮乏已成为器官移　植发展的最大障碍，异种器官移植为解决这一问题开辟了新思路。猪在遗传学、解剖学及生理特　性等方面与人具有较大的相似性，因此被认为是异种器官移植最理想的供体来源。随着基因编　辑技术的发展，基因修饰猪在异种器官移植领域中的研究与应用已取得较大进展。本文就基因　修饰猪在猪一灵长类动物异种器官移植中的研究与应用进行综述。　【关键词】　基因修饰猪；异种器官移植；基因编辑　Ｔｈｅ　ｒｅｓｅａｒｃｈ　ｐｒｏｇｒｅｓｓ　ｏｆ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｍｏｄｉｉｆｅｄ　ｐｉｇｓ　ｉｎ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　Ｃｈｅｎ　Ｐｅｎｇｆｅｉ　一，Ｎｉｅ　Ｈｕｉｒｏｎｇ２，Ｄａｉ　Ｙｉｆａｎ　，Ｃａｉ　Ｚｈｉｍｉｎｇ２，Ｍｏｕ　Ｌｉｓｈａ　２．　Ｚｈｏｎｇｓｈａｎ　Ｓｃｈｏｏｌ　ｏｆＭｅｄｉｃｉｎｅ，Ｓｕｎ　Ｙａｔ—ｓｅｎ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｇｕａｎｇｚｈｏｕ　５１０２７５，Ｃｈｉｎａ；　Ｓｈｅｎｚｈｅｎ　Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　Ｍｅｄｉｃａｌ　Ｅｎｇｉｅｅｒｉｎｎｇ　Ｒｅｓｅａｒｃｈ　ａｎｄ　Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ　Ｃｅｎｔｅｒ，Ｓｈｅｎｚｈｅｎ　Ｓｅｃｏｎｄ　Ｐｅｏｐｌｅｓ　Ｈｏｓｐｉｔａｌ，Ｓｈｅｎｚｈｅｎ　５１８０３７，Ｃｈｉｎａ；　Ｊｉａｎｇｓｕ　Ｋｅｙ　Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ　ｆ　ｏＸｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，Ｎａｎｊｉｎｇ　Ｍｅｄｉｃａｌ　Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｎａｎｉｆｎｇ　２１００２９，Ｃｈｉｎａ　Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ　ａｕｔｈｏｒ：Ｍｏｕ　Ｌｉｓｈａ，Ｅｍａｉｌ：ｍｏｌｌｙｍｏｌｌｙ＠１６３．ｃｏｎ　＿【Ａｂｓｔｒａｃｔ】　Ｏｒｇａｎ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｉｓ　ｔｈｅ　ｍｏｓｔ　ｅｆｆｅｃｔｉｖｅ　ｍｅｔｈｏｄ　ｔｏ　ｔｒｅａｔ　ｅｎｄ—ｓｔａｇｅ　ｏｒｇａｎ　ｆａｉｌｕｒｅ，　ｂｕｔ　ｔｈｅ　ｓｅｖｅｒｅ　ｓｈｏｆｌａｇｅ　ｏｆ　ｄｏｎｏｒ　ｏｒｇａｎｓ　ｈａｓ　ｂｅｃｏｍｅ　ｔｈｅ　ｂｉｇｇｅｓｔ　ｏｂｓｔａｃｌｅ　ｆｏｒ　ｔｈｅ　ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ　ｏｆ　ｏｒｇａｎ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ．　Ｒｅｃｅｎｔｌｙ，ｔｈｅ　ｓｔｕｄｙ　ｏｆ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉ０ｎ　ｐｒｏｖｉｄｅｓ　ｐｏｔｅｎｔｉａｌ　ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅｓ　ｔｏ　ｓｏｌｖｅ　ｔｈｅ　ｅｖｅｒ　ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ　ｓｈｏａａｇｅ　ｏｆ　ｄｏｎｏｒ　ｏｒｇａｎｓ．Ｔｈｅ　ｐｉｇ　ｉｓ　ｃｏｎｓｉｄｅｒｅｄ　ａｓ　ｔｈｅ　ｍｏｓｔ　ｓｕｉｔａｂｌｅ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔ　ｄｏｎｏｒ　ｂｅｃａｕｓｅ　ｏｆ　ｉｔｓ　ｐｈｙｓｉｃａｌ　ａｎｄ　ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｉｃａｌ　ｓｉｍｉｌａｒｉｔｙ　ｗｉｔｈ　ｈｕｍａｎｓ．Ｗｉｔｈ　ｔｈｅ　ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ　ｏｆ　ｇｅｎｅ　ｅｄｉｔｉｎｇ　ｔｅｃｈｎｉｑｕｅ，ｔｈｅ　ｒｅｓｅａｒｃｈ　ａｎｄ　ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｍｏｄｉｉｆｅｄ　ｐｉｇｓ　ｉｎ　ｔｈｅ　ｆｉｅｌｄ　ｏｆ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｈａｖｅ　ｍａｄｅ　ｇｒｅａｔ　ｐｒｏｇｒｅｓｓ．Ｉｎ　ｔｈｉｓ　ｒｅｖｉｅｗ，ｗｅ　ｗｉｌｌ　ｄｉｓｃｕｓｓ　ｔｈｅ　ｐｒｏｇｒｅｓｓ　ｏｆ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｍｏｄｉｉｆｅｄ　ｐｉｇｓ　ｉｎ　ｐｉｇ－ｔｏ—ｐｒｉｍａｔｅ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ．　【Ｋｅｙ　ｗｏｒｄｓ】　Ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｍｏｄｉｉｆｅｄ　ｐｉｇｓ；　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐ１ａｎｔａｔｉｏｎ；　Ｇｅｎｅ　ｅｄｉｔｉｎｇ　器官移植是终末期器官功能衰竭的有效治疗手　段，然而供器官严重不足导致许多患者无法进行器　官移植。因此，异种器官移植研究具有重要的临床　随着基因编辑技术的发展，如锌指核酸酶（ｚｉｎｃ　ｉｆｎｇｅｒ　ｎｕｃｌｅａｓｅｓ，ＺＦＮ）、类转录激活效应因子核酸酶　（ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ａｃｔｉｖａｔｏｒ－ｌｉｋｅ　ｅｆｆｅｃｔｏｒ　ｎｕｃｌｅａｓｅｓ，　应用价值。猪在遗传学、解剖学及生理特征等方面　与人类有很多相似之处，如果能以猪的功能性器官　ＴＡＬＥＮ）和规律成簇间隔短回文重复序列　（ｃｌｕｓｔｅｒｅｄ　ｒｅｇｕｌａｒｌｙ　ｉｎｔｅｒｓｐａｃｅｄ　ｓｈｏｒｔ　ｐａｌｉｎｄｒｏｍｉｃ　或细胞代替人源供器官用于治疗终末期器官功能衰　竭的患者，将在很大程度上解决供器官匮乏的难题。　异种器官移植的关键性难题在于猪与人之间的分子　ｒｅｐｅａｔｓ，ＣＲＩＳＰＲ）及ＣＲＩＳＰＲ相关核酸酶９（ＣＲＩＳＰＲ－　ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ　ｎｕｃｌｅａｓｅ　９，Ｃａｓ９）等技术的应用　，对猪的　基因进行多位点的编辑或改造得以实现。利用经过　基因修饰的猪作为器官供体并合理应用免疫抑制　不相容性和受者对供器官的免疫排斥反应，对供器　官进行基因改造是解决上述问题的有效方法之一。　ＤＯＩ：１０．３８７７／ｃｍａ．ｊ．ｉｓｓｎ．１６７４—３９０３．２０１７．０２．０１３　剂，可以有效降低异种器官移植免疫排斥反应。目　前研究表明，对猪的基因进行修饰和改造是异种器　官移植得以成功的前提条件　。本文重点综述了　基金项目：国家自然科学基金（８１５０１３８５）；深圳市科技计划基　础研究项目（ＪＣＹＪ２０１５０３３０１０２７２０１４９）；深圳市科创委学科布局项　目（ＪＣＹＪ２０１６０２２９２０４８４９９７５）；深圳市科创委企业工程中心项目　（ＧＣＺＸ２０１５０４３０１７２８１７０５）　基因修饰猪在异种器官移植中的研究与应用。　１基因编辑技术　作者单位：５１０２７５广州，中山大学中山医学院　；５１８０３７深圳市　第二人民医院异种器官移植医疗工程研究与开发中心　；２１００２９南　京医科大学江苏省异种器官移植重点实验室　对基因的干扰或敲除是研究基因功能的重要手　段，早期的研究者通过化学诱变或转基因手段（如　病毒诱导、转座子诱导）等方法得到随机的基因突　通信作者：牟丽莎，Ｅｍａｉｌ：ｍｏｌｌｙ—ｍｏｌｌｙ＠１６３．ｃｏｒｎ　・１２０・　中华移植杂志（电子版）２０１７年５月第ｌ１卷第２期Ｃｈｉｎ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ（Ｅ１ｅｃｔｒ０ｎｉｃ　Ｅｄｉｔｉｏｎ），Ｍａｙ　２０１７，Ｖｏ１．１１．Ｎ０．２　变。靶向性基因突变则始于同源重组技术的应用，　通过构建具有同源序列的靶向载体，利用重组酶系　统进行定点基因重组产生突变，但同源重组的效率　非常低下　Ｊ，大大了其在科学研究中的广泛　应用。　高效靶向性基因突变的发明对于基因编辑技术　具有里程碑式的意义，使得基因编辑在细胞水平和　动物水平得以广泛应用。基于位点特异性核酸酶的　靶向性基因突变相关研究发现，核酸酶能使基因组　ＤＮＡ产生双链断裂（ｄｏｕｂｌｅ—ｓｔｒａｎｄ　ｂｒｅａｋ，ＤＳＢ），进　而诱导细胞内修复机制，在ＤＳＢ修复过程中由非同　源末端连接（ｎｏｎ—ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ　ｅｎｄ　ｊｏｉｎｉｎｇ，ＮＨＥＪ）形　成ＤＮＡ缺失突变。或由同源定向修复（ｈｏｍｏｌｏｇｙ—　ｄｉｒｅｃｔｅｄ　ｒｅｐａｉｒ，ＨＤＲ）形成插入突变　Ｊ。目前，广泛　应用于基因编辑的核酸酶主要有３种：ＺＦＮ、　ＴＡＬＥＮ、ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９［１，５］。　ＺＦＮ具有２个重要的功能结构域：ＤＮＡ识别结　构域和非特异性ＤＮＡ剪切结构域。ＤＮＡ识别结构　域具有３个或３个以上的Ｃｙｓ：Ｈｉｓ　锌指结构，识别　并结合９或１２个碱基对组成的特异性ＤＮＡ序列。　非特异性的剪切结构域来自于ＦｏｋＩ核酸内切酶，必　须以二聚体的形式发挥作用，２个的ＺＦＮ在特　定的基因组位点上分别切割，形成ＤＳＢ并激活基因　修复信号，产生靶向性基因序列缺失或插入突变。　２００９年，Ｇｅｕｒｔｓ等　应用ＺＦＮ首次成功构建了基因　敲除大鼠。自此以后，应用ＺＦＮ技术逐渐在小鼠、　大鼠、牛、猪等动物模型中实现了靶向性基因　编辑　。　ＴＡＬＥＮ是另一种序列特异性核酸酶，与ＺＦＮ相　似，ＴＡＬＥＮ也包含ＤＮＡ识别结构域和ＦｏｋＩ核酸内　切酶２个结构域。ＦｏｋＩ核酸内切酶能剪切类转录　激活效应因子（ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎ　ａｃｔｉｖａｔｏｒ－ｌｉｋｅ　ｅｆｆｅｃｔｏｒ　ｎｕｃｌｅａｓｅｓ，ＴＡＬＥ）所识别的ＤＮＡ序列形成ＤＳＢ，从　而激活基因修复信号并以ＮＨＥＪ或ＨＤＲ这２种形　式产生靶向性基因突变。２０１０年，Ｃｈｒｉｓｔｉａｎ等　报　道了ＴＡＬＥ与ＦｏｋＩ核酸内切酶的融合蛋白能形成　特异性ＤＮＡ序列ＤＳＢ。随后ＴＡＬＥＮ被应用于斑马　鱼、小鼠、大鼠、兔、猴、猪等多种物种的基因编辑。　与ＺＦＮ相比，ＴＡＬＥＮ系统能识别８～３１个碱基对的　ＤＮＡ序列，可以更容易、更广泛地设计靶标序列；此　外，ＴＡＬＥＮ比ＺＦＮ的效率和特异性更高　。　ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９于２０１２年被首次报道，是一种由　ＲＮＡ序列介导的核酸酶识别剪切系统，包含一段识　别靶基因序列的向导ＲＮＡ和一个Ｃａｓ９核酸内切　酶　ｌｏ）。ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９是一种存在于许多细菌和古　生菌体内、具有破坏侵入菌体的外来ＤＮＡ片段的核　酸酶系统，对细菌和古生菌具有重要的保护作用。　２０１２年，Ｊｉｎｅｋ等　发现将ＣＲＩＳＰＲ　ＲＮＡ（ｃｒＲＮＡ）　和反式激活的ｃｒＲＮＡ（ｔｒａｃｒＲＮＡ）作为整体设计为单　个ＲＮＡ嵌合体时，仍能介导Ｃａｓ９核酸酶在靶基因　特定位点实行剪切，使得ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９开启基因编　辑的新篇章。此后，应用ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９技术在细胞　及斑马鱼、小鼠、猪、猴等生物体内实现了基因敲除　或敲入。ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９相比于ＺＦＮ、ＴＡＬＥＮ在实验　操作上更容易、效率更高，在科学研究领域得到广泛　应用　２基因修饰猪的构建　早期构建基因修饰猪主要采用原核显微注射、　病毒介导、转座子介导或胞质内精子注射、ＲＮＡ干　扰等方法，但这些方法存在效率低下、非特异性、安　全性不高或不能繁殖等缺点　Ｊ。体细胞核移植技　术的发展对大动物克隆和构建基因修饰动物具有里　程碑式的意义，该技术的发展使得构建基因修饰猪　的研究迅速进展　。　应用同源重组技术和体细胞核移植技术，第一　次真正意义上实现了基因敲除猪的构建与繁殖。自　２００２年以来，应用上述技术成功构建了多种基因修　饰猪，但应用该技术在猪成纤维细胞中获得基因敲　除的效率非常低下。核酸酶介导的基因编辑技术大　大提高了获得基因敲除细胞的效率，特别是　ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９技术的出现，显著促进了基因修饰猪　研究的发展。为了降低猪一灵长类动物间的分子不　相容性，研究者针对异种抗原分子、免疫反应调节因　子、凝血反应调节因子等靶基因，构建了多基因敲除　或转基因猪。　特异性敲除猪体内的异种抗原合成酶基因能有　效克服异种器官移植的免疫排斥反应。半乳糖　ｏＬ１，３一半乳糖（ｇａｌａｃｔｏｓｅ仅１，３一ｇａｌａｃｔｏｓｅ，Ｇａ１）是猪血　管内皮表达的一种糖抗原，由仅１，３一半乳糖基转移　酶（ｃｘｌ，３．ｇａｌａｃｔｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ，ＧＧＴＡ１）催化合成，该　抗原能被灵长类动物体内的抗猪抗体识别，从而在　受体内引起针对异种器官的超急性排斥反　应　１２］。２００２年，Ｌａｉ等¨　首次应用同源重组和　体细胞核移植技术成功构建了ＧＧＴＡ１基因敲除　（ｄｌ，３一ｇａｌａｃｔｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ　ｇｅｎｅ　ｋｎｏｃｋｏｕｔ，ＧＴＫＯ）　猪，ＧＧＴＡ１基因的敲除在很大程度上克服了猪一灵　长类动物异种器官移植的超急性排斥反应。除Ｇａｌ　中华移植杂志（ｓｇｑ￣）２０１７年５月第１１卷第２期Ｃｈｉｎ　Ｊ　ＴｒａＩｌｓｐ１ａｎｔ（Ｅｌｅｃｔｒｏｎｉｃ　Ｅｄｉｔｉｏｎ），Ｍａｖ　２０１７，Ｖ０１．１１，Ｎｏ．２　・１２１・　外，Ｎ．羟乙酰神经氨酸（Ｎ－ｇ１ｙｃｏ１ｙｌｎｅｕｒａｍｉｎｉｃ　ａｃｉｄ，　Ｎｅｕ５Ｇｃ）是另一种在猪体内表达的异种抗原，合成　该抗原的基因胞苷酸Ｎ一乙酰神经氨酸羟化酶　（ｃｙｔｉｄｉｎｅ　ｍｏｎｏｐｈｏｓｐｈａｔｅ－Ｎ－ａｃｅｔｙｌｎｅｕｒａｍｉｎｉｃ　ａｃｉｄ　到显著提高。例如在ＧＴＫＯ猪体内表达１个或多个　人补体调节蛋白（ｈｕｍａｎ　ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔ　ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ　ｐｒｏｔｅｉｎ，ｈＣＲＰ）（如ＣＤ４６、ＣＤ５５、ＣＤ５９），显著降低了　猪一灵长类动物异种器官移植中由天然抗体介导的　免疫排斥反应　。　３基因修饰猪在异种器官移植中的研究与应用　３．１　肾移植　ｈｙｄｒｏｘｙｌａｓｅ，ＣＭＡＨ）也已被成功敲除，并成功实现了　ＧＧＴＡ１／ＣＭＡＨ双基因敲除　。　异种器官移植受体补体系统激活对移植器官的　血管内皮细胞具有强烈的破坏作用，在猪血管内皮　细胞中表达补体调节基因则能有效地抑制补体反　应，从而保护移植器官，研究者已成功构建表达人源　性膜辅助蛋白（ＣＤ４６）、衰变加速因子（ＣＤ５５）、膜反　应性溶解抑制蛋白（ＣＤ５９）的转基因猪　１　。在猪基　因组中表达适应性免疫反应的调节因子抑制Ｔ细　胞、ＮＫ细胞反应，或敲除猪的免疫激活因子，可进　一步降低异种移植器官引起的细胞免疫反应。如细　胞毒Ｔ淋巴细胞相关抗原４免疫球蛋白转基因　猪¨　、ＭＨＣⅡ类分子反式激活因子Ｎ端缺失显性　负向突变（ＭＨＣ　ｃｌａｓｓ　ＩＩ　ｍｏｌｅｃｕｌｅ　ｔｒａｎｓａｃｔｉｖａｔｏｒ—　ｄｏｍｉｎａｎｔ　ｎｅｇａｔｉｖｅ，Ｃ　１Ｉ　ＴＡ．ＤＮ）转基因猪、ＴＮＦ相关　诱导凋亡配体转基因猪、ＣＩＭ７转基因猪、ＴＮＦｃ￣诱　导蛋白３（Ａ２０）转基因猪、白细胞抗原敲除猪等一　系列基因修饰猪　已被成功构建。有研究团队已　培育出人ＣⅡＴＡ—ＤＮ转基因猪，ＣⅡＴＡ．ＤＮ可以抑　制猪抗原提呈细胞、动脉内皮细胞中Ⅱ型白细胞抗　原的表达，同时能降低人的Ｔ细胞反应　。　由于猪与灵长类动物在凝血和血栓因子上　存在较大的差异，异种移植后可能发生移植器官血　栓性微血管病或受体全身消耗性凝血障碍。应用基　因编辑技术在猪体内表达抗凝血或抗血栓的因　子，有望克服在异种移植器官中出现的异常凝血反　应和血栓性微血管病，这些基因主要包括血栓调节　蛋白（ｔｈｒｏｍｂｏｍｏｄｕｌｉｎ，ＴＭ）、内皮细胞蛋白Ｃ受体　（ｅｎｄｏｔｈｅｌｉａｌ　ｐｒｏｔｅｉｎ　Ｃ　ｒｅｃｅｐｔｏｒ，ＥＰＣＲ）、组织因子途　径抑制物（ｔｉｓｓｕｅ　ｆａｃｔｏｒ　ｐａｔｈｗａｙ　ｉｎｈｉｂｉｔｏｒ，ＴＦＰＩ）、胞外　三磷酸核苷双磷酸水解酶（ＣＤ３９）等　Ｊ。目前，　人ＴＭ转基因猪　、人ＴＦＰＩ转基因猪　、人ＣＤ３９　转基因猪＿２　等已成功构建。体外实验表明，来自人　ＴＭ转基因猪的细胞在调节血栓形成过程中具有显　著作用　。　应用基因修饰猪作为供器官来源，尤其是在异　种抗原基因敲除基础上构建免疫因子或抗凝血　因子的转基因猪，移植到非人类灵长类动物体　内，大大减轻了异种器官移植的免疫排斥反应和异　常凝血反应，使移植器官的存活时间和功能发挥得　２００４年，ＣＤ５５转基因猪供肾移植到狒狒体内　存活９０　ｄ＿２　。２０１５年，有２个研究小组分别报道了　ＧＴＫＯ／ｈＣＲＰ转基因猪供肾在异种移植后存活时间　超过１２５　ｄｌ２　，其中同时表达ＣＤ４６／ＣＤ５５／ＴＭ／　ＥＰＣＲ／ＣＤ３９的ＧＴＫＯ猪供肾移植人狒狒体内后，存　活了１３６　ｄ。　在人ＣＤ５５／ＣＤ５９转基因猪一狒狒肾移植模型　中，使用抗凝血酶能更好地防止或延缓异常凝血障　碍　。　。目前药理学的潜在证据也显示，抗凝剂或　抗血小板药物的使用可能是有益的［２９１。因此，基因　修饰猪供肾异种移植术后结合使用抗凝剂或抗血小　板药物能更好地克服凝血功能障碍。　此外，对移植受体进行优化选择的相关研究提　示，受体自身的生理条件对移植器官的存活也有很　大影响。Ｈｉｇｇｉｎｂｏｔｈａｍ等　报道了选择低滴度抗　猪抗体的恒河猴作为受体，接受ＧＴＫＯ／ＣＤ５５转基　因猪供肾移植后，其存活时间延长。　３．２肝移植　早期研究结果显示，未经基因修饰的猪供肝移　植给非人类灵长类动物，存活时间一般不超过１２　ｈ。　２０００年，Ｒａｍｉｒｅｚ等　叫将人ＣＤ５５基因修饰猪的供　肝移植至免疫系统受到抑制的２只狒狒体内，受体　术后分别存活４　ｄ和８　ｄ；而将未经基因修饰的猪供　肝移植入狒狒体内只存活了数小时，此外还发现即　使是人ＣＤ５５基因修饰猪的供肝术后也未正常发挥　功能。　美国匹兹堡大学医学中心首次报道了ＧＴＫＯ　猪一灵长类动物异种肝移植，２只狒狒接受ＧＴＫＯ　猪供肝；８只狒狒接受人ＣＤ４６／ＧＴＫＯ猪供肝，其中　６只术后存活了４～７　ｄ，通过测定移植肝解毒功能、　补体活性、凝血参数以及凝血因子证明移植肝能正　常发挥功能，狒狒最终死于致命性血小板减少引发　的严重自发性出血　。Ｙｅｈ等　将ＧＴＫＯ猪供　肝移植入狒狒体内，受体发生严重的血小板减少症，　导致致命性出血，３例异种肝移植受体分别存活了　６、９和１５　ｄ；同时研究显示，通过补充灵长类动物凝　・１２２・　中华移植杂志（电子版）２０１７年５月第１１卷第２期Ｃｈｉｎ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ（Ｅ１ｅｃｔｒｏｎｉｃ　Ｅｄｉｔｉ０ｎ），Ｍａｙ　２０１７，ｖ０１．１１，Ｎｏ．２　血成分可以避免受体大量出血。综上所述，应用　ｈＣＲＰ转基因猪（如人ＣＤ４６）供肝行异种肝移植可　有效延长灵长类受体移植肝存活时间，但移植肝中　小血管血栓形成和血栓性微血管病变仍然是导致移　植肝丢失的主要原因。　３．３心脏移植　异种心脏移植中，大多供器官来自ＧＴＫＯ或　ＧＴＫＯ／ｈＣＲＰ基因修饰猪。ｈＣＲＰ对延长异种移植　心脏的存活时间具有重要作用，当１个或多个ｈＣＲＰ　基因（ＣＤ４６、ＣＤ５５或ＣＤ５９）过表达时均能显著延长　异种移植心脏的存活时间，且有利于其正常发挥功　能　。　。２００５年，Ｋｕｗａｋｉ等　首次报道了ＧＴＫＯ／　ＣＤ５５转基因猪供心成功移植给狒狒，术后联合使　用Ｔ细胞反应抑制剂和抗ＣＤ１５４抗体免疫抑制剂，　移植心脏中位存活时间为７８　ｄ，最长达１７９　ｄ。西班　牙一项研究表明，转导单基因（ＣＤ５５）与双基因　（ＣＤ５５／ＣＤ４６）的基因修饰猪一狒狒异种心脏移植　后，移植心脏存活时间无差异　。伦敦大学学院研　究者将ＧＴＫＯ猪供心和ＧＴＫＯ／ＣＤ５５猪供心分别移　植入狒狒体内，术后使用同一种免疫抑制剂，结果提　示ＣＤ５５的表达了移植心脏局部补体激活，但　并未改善移植心脏的存活　。目前暂无数据表明　Ｇａｌ抗体和移植物排斥反应与非Ｇａｌ抗体、补体沉　积、微血管血栓以及内皮细胞激活相关。　还有其他两类基因修饰猪用于异种心脏移植，　一类是人凝血调节因子（ＣＤ３９和ｈＴＭ）转基因猪，　另一类是非Ｇａｌ抗原（ＮｅｕＳＧｃ）基因敲除猪　。　Ｂｙｒｎｅ等　在猪一灵长类动物异种心脏移植模型中　进行了全身抗凝或抗血小板治疗的前瞻性研究，结　果提示上述治疗并未成功预防微血管血栓形成或延　长移植物存活时间。　３．４胰岛移植　２００６年，２个研究团队分别报道了猪胰岛在灵　长类动物体内存活时间超过６个月　，显示出胰　岛在异种移植中的潜能。最近，Ｓｈｉｎ等　¨将猪胰岛　分别植入５只恒河猴体内，４例胰岛移植物存活并　维持正常血糖，最长存活超过６０３　ｄ。与野生型猪供　体比较，使用人ＣＤ４６转基因猪和ＧＴＫＯ猪的胰岛　可以明显改善移植物存活＿４　４　。在食蟹猴和狒狒　中使用多基因修饰猪的胰岛也取得很好的移植　效果　。　Ｇａｌ在新生猪和胚胎猪胰岛中表达，但是在成　年猪胰岛中表达下降　。因此，为了预防异种胰岛　移植术后排斥反应，如果使用新生猪和胚胎猪胰岛　进行异种移植就必须应用ＧＴＫＯ猪。应用成年猪胰　岛进行异种移植可不用ＧＴＫＯ猪，但研究显示免疫　抑制剂减量时抗Ｇａｌ抗体升高　。在不使用免疫　抑制剂的情况下，Ｇａｌ抗原表达可能上调并从移植　物中释放出来，从而引发抗体介导的免疫反应　。　因此，建议成年猪异种胰岛移植也尽量采用ＧＴＫＯ猪。　异种胰岛移植后的免疫排斥反应和异常凝血是　影响胰岛细胞存活和功能发挥的关键因素。针对这　些问题，现已培育出多种基因修饰猪，基本策略是敲　除多糖抗原基因（如Ｇａｌ、Ｎｅｕ５Ｇｃ），转入ｈＣＲＰ、凝血　调节或细胞免疫应答蛋白等基因。目前用于异种胰　岛移植的基因修饰猪见表１。　表１　目前用于异种胰岛移植的基因修饰猪种类　策略　基因修饰　补体调节　ｈＣＤ４６［￣］　ｈＣＤ５５［”］　ｈＣＤ５９［４８］　抗凝和凝血调节　ｈＴＭ［２０］　ｈＣＤ３９［４９］　敲除多糖抗原　ＧＴＫＯ￣　０］　预防体液免疫反应　Ｈ．转移酶基因［　］　Ｎｅｕ５Ｇｃ　ＫＯ［５２］　抑制细胞免疫反应　ＣＤ１５２／ＣＴＬＡ４．ｋ［　ＬＥＡ２９ＹＩｎｓ［５４］　Ｃ　ＩＩ　ＴＡ．ＤＮ［　］　抗炎症和抗凋亡　ＨＯ　１［５６］　ｈＡ２０１５７　３　多基因修饰　ＧＴＫ０／ｈｃＤ５５／ｈｃＤ５９／ｈｃＤ３９［　注：ＴＭ．血栓调节蛋白；ＧＴＫＯ．ｃｄ，３一半乳糖基转移酶基因敲　除；Ｎｅｕ５Ｇｃ　ＫＯ．Ｎ一羟乙酰神经氨酸敲除；ＣＴＬＡ４一Ｉｇ．细胞毒Ｔ淋巴　细胞相关抗原４免疫球蛋白；Ｃ１ＩＴＡ—ＤＮ．ＭＨＣＩＩ类分子反式激活因　子Ｎ端缺失显性负向突变；ＨＯ．１．血红素加氧酶－１；Ａ２０．肿瘤坏死　因子０【诱导蛋白３　３．５角膜移植　虽然角膜无血管组织，但猪一灵长类动物角膜　异种移植受体仍会出现体液和细胞免疫反应　。　有研究发现，无论是野生型还是ＧＴＫＯ猪角膜的各　层均有大量Ｎｅｕ５Ｇｃ表达；虽然野生型猪角膜上皮　和内皮细胞未发现Ｇａｌ表达，但前基质区域有少量　Ｇａｌ表达　ｊ。灵长类动物血清中抗体可结合猪体内　抗原，大多数ＩｇＧ与猪角膜上皮细胞和基质胶原表　达的抗原结合，仅少量ＩｇＭ／ＩｇＧ与角膜内皮中抗原　结合；此外，人和猴的抗体与ＧＴＫＯ猪角膜抗原结合　的能力比野生型猪弱　。在体外实验中，来自　ＧＴＫＯ／人ＣＤ４６基因修饰猪的角膜内皮细胞中体液　和细胞免疫反应明显弱于野生型猪　。外周血细　胞中缺乏Ｇａｌ和Ｎｅｕ５Ｇｃ的转基因猪与人之间的抗　中华移植杂志（电子版）２０１７年５月第ｌ１卷第２期Ｃｈｉｎ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ（Ｅｌｅｃｔｒｏｎｉｃ　Ｅｄｉｔｉｏｎ），Ｍａｙ　２０１７，Ｖ０１．１１．Ｎｏ．２　・１２３・　原抗体结合反应显著减少，研究者由此推测，ＧＧＴＡ１　和ＣＭＡＨ双基因敲除猪的角膜异种移植将比　ＧＧＴＡ１单基因敲除效果更好　。　４展望　近年来，异种器官移植研究取得了非常显著的　进展，尤其是在降低术后急性排斥反应方面。虽然　异种移植物存活时间明显延长，但距离临床应用还　有漫长的路程。ＺＦＮ、ＴＡＬＥＮ、ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９等基因　编辑工具的出现，为培育适宜的基因修饰猪开辟了　新的道路，基因修饰猪将成为低免疫原性的潜在供　体来源。迟发的排斥反应和移植物能否正常发挥功　能是异种器官移植中面临的难题。随着免疫抑制　剂、免疫耐受诱导等相关研究的进展，基因修饰猪用　于异种器官移植研究将会取得更大的发展，为异种　器官移植的临床应用打下坚实基础。　参考文献　１　Ｓａｋｕｍａ　Ｔ，Ｗｏｌｔｊｅｎ　Ｋ．Ｎｕｃｌｅａｓｅ－ｍｅｄｉａｔｅｄ　ｇｅｎｏｍｅ　ｅｄｉｔｉｎｇ：Ａｔ　ｔｈｅ　ｆｒｏｎｔ－ｌｉｎｅ　ｏｆ　ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ　ｇｅｎｏｍｉｃｓ　ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ［Ｊ］．Ｄｅｖ　Ｇｒｏｗｔｈ　Ｄｉｆｆｅｒ，　２０１４，５６（１）：２—１３．　２　Ｌｕｔｚ　ＡＪ，Ｌｉ　Ｐ，Ｅｓｔｒａｄａ儿，ｅｔ　ａ１．Ｄｏｕｂｌｅ　ｋｎｏｃｋｏｕｔ　ｐｉｇｓ　ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ　ｉｎ　Ｎ—ｇｌｙｃｏｌｙｌｎｅｕｒａｍｉｎｉｃ　ａｃｉｄ　ａｎｄ　ｇａｌａｃｔｏｓｅ　ａｌｐｈａ一１，３－ｇａｌａｃｔｏｓｅ　ｒｅｄｕｃｅ　ｔｈｅ　ｈｕｍｏｒａｌ　ｂａｒｒｉｅｒ　ｔｏ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，　２０１３，２０（１）：２７．３５．　３　Ｎｉｃｏｌａｓ　Ａ。Ｒｏｓｓｉｇｎｏｌ　ＪＬ　Ｍｅｃｈａｎｉｓｍｓ　ｆｏｒ　ｈｏｍｏｌｏｇｏｕｓ　ｒｅｃｏｍｂｉｎａｔｉｏｎ　［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，１９８５，３１４（６００８）：２３０．　４　Ｓｗａｒｔｈｏｕｔ　ＪＴ．Ｒａｉｓｉｎｇｈａｎｉ　Ｍ．Ｃｕｉ　Ｘ．Ｚｉｎｃ　ｆｉｎｇｅｒ　ｎｕｅｌｅａｓｅｓ：Ａ　ｎｅｗ　ｅｒａ　ｆｏｒ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ａｎｉｍａｌｓ［Ｊ］．Ａｎｎ　Ｎｅｕｒｏｓｃｉ，２０１１，１８（１）：２５—２８．　５　ＬａＦｏｕｎｔａｉｎｅ　ＪＳ，Ｆａｔｈｅ　Ｋ，Ｓｍｙｔｈ　ＨＤ．Ｄｅｌｉｖｅｒｙ　ａｎｄ　ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃ　ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ　ｏｆ　ｇｅｎｅ　ｅｄｉｔｉｎｇ　ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｉｅｓ　ＺＦＮｓ，ＴＡＬＥＮｓ，ａｎｄ　ＣＲＩＳＰＲ／Ｃａｓ９［Ｊ］．Ｉｎｔ　Ｊ　Ｐｈａｒｍ，２０１５，４９４（１）：１８０—１９４．　６　Ｇｅｕａｓ　ＡＭ，Ｃｏｓｔ　ＧＪ，Ｆｒｅｙｖｅｒｔ　Ｙ，ｅｔ　ａ１．Ｋｎｏｃｋｏｕｔ　ｒａｔｓ　ｖｉａ　ｅｍｂｒｙｏ　ｍｌ’ｃｒｏｌｎｊ‘ｅｃｔｌｏ　ｎ　ｏｆ　ｚｉｎｃ—ｆｉｎｇｅｒ　ｎｕｃｌｅａｓｅｓ［Ｊ］．Ｓｃｉｅｎｃｅ，２００９，３２５　（５９３９）：４３３．　７　Ｙａｏ　Ｊ，Ｈｕａｎｇ　Ｊ，Ｚｈａｏ　Ｊ．Ｇｅｎｏｍｅ　ｅｄｉｔｉｎｇ　ｒｅｖｏｌｕｔｉｏｎｉｚｅ　ｔｈｅ　ｃｒｅａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｍｏｄｉｉｆｅｄ　ｐｉｇｓ　ｆｏｒ　ｍｏｄｅｌｉｎｇ　ｈｕｍａｎ　ｄｉｓｅａｓｅｓ［Ｊ］．Ｈｕｍ　Ｇｅｎｅｔ，２０１６。１３５（９）：１０９３．１１０５．　８　Ｃｈｒｉｓｔｉｎａ　Ｍ，Ｃｅｒｍａｋ　Ｔ，Ｄｏｙｌｅ　ＥＬ，ｅｔ　ａ１．Ｔａｒｇｅｔｉｎｇ　ＤＮＡ　ｄｏｕｂｌｅ－　ｓｔｒａｎｄ　ｂｒｅａｋｓ　ｗｉｔｈ　ｒＡＬ　ｅｆｆｅｃｔｏｒ　ｎｕｃｌｅａｓｅｓ　ｆ　Ｊ］．Ｇｅｎｅｔｉｃｓ，２０１０，１８６　（２）：７５７－７６１．　９　Ｈｏｃｋｅｍｅｙｅｒ　Ｄ，Ｗａｎｇ　Ｈ，Ｋｉａｎｉ　Ｓ，ｅｔ　ａ１．Ｇｅｎｅｔｉｃ　ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ｐｌｕｒｉｐｏｔｅｎｔ　ｃｅｌｌｓ　ｕｓｉｎｇ　ＴＡＬＥ　ｎｕｃｌｅａｓｅｓ［Ｊ］．Ｎａｔ　Ｂｉｏｔｅｅｈｎｏｌ，　２０１１，２９（８）：７３１—７３４．　１０　Ｊｉｎｅｋ　Ｍ，Ｃｈｙｌｉｎｓｋｉ　Ｋ，Ｆｏｎｆａｒａ　Ｉ，ｅｔ　ａ１．Ａ　ｐｒｏｇｒａｍｍａｂｌｅ　ｄｕａｌ—ＲＮＡ—　ｇｕｉｄｅｄ　ＤＮＡ　ｅｎｄｏｎｕｅｌｅａｓｅ　ｉｎ　ａｄａｐｔｉｖｅ　ｂａｃｔｅｒｉａｌ　ｉｍｍｕｎｉｔｙ［Ｊ］．　Ｓｃｉｅｎｃｅ，２０１２，３３７（６０９６）：８１６－８２１．　１１　Ｗｉｌｍｕｔ　Ｉ，Ｓｃｈｎｉｅｋｅ　ＡＥ，ＭｃＷｈｉｒ　Ｊ，ｅｔ　ａ１．Ｖｉａｂｌｅ　ｏｆｆｓｐｒｉｎｇ　ｄｅｒｉｖｅｄ　ｆｒｏｍ　ｆｅｔｌａ　ａｎｄ　ａｄｕｈ　ｍａｍｍａｌｉａｎ　ｃｅｌｌｓ『Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，１９９７，３８５　（６６１９）：８１０．８１３．　１２　Ｋｏｂａｙａｓｈｉ　Ｔ，Ｃｏｏｐｅｒ　ＤＫ．Ａｎｔｉ－Ｇａｌ，ａｌｐｈａ—Ｇａｌ　ｅｐｉｔｏｐｅｓ，ａｎｄ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｓｕｂｅｅｌｌ　Ｂｉｏｃｈｅｍ，１９９９，３２：２２９．２５７．　１３　ＩＪａｉ　Ｌ，Ｋｏｌｂｅｒ—Ｓｉｍｏｎｄｓ　Ｄ，Ｐａｒｋ　ＫＷ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ａｌｐｈａ－１，　３－ｇａｌａｃｔｏｓｙｈｒａｎｓｆｅｒａｓｅ　ｋｎｏｃｋｏｕｔ　ｐｉｇｓ　ｂｙ　ｎｕｃｌｅａｒ　ｔｒａｎｓｆｅｒ　ｃｌｏｎｉｎｇ［Ｊ］．　Ｓｃｉｅｎｃｅ，２００２，２９５（５５５７）：１０８９—１０９２．　１４　Ｍｉｃｈｅｌ　ＳＧ，Ｍａｄａｒｉａｇａ　ＭＬ，Ｖｉｌｌａｎｉ　Ｖ，ｅｔ　ａ１．Ｃｕｒｒｅｎｔ　ｐｒｏｇｒｅｓｓ　ｉｎ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌｎａｔａｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｏｒｇａｎ　ｂｉｏｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ［Ｊ］．１ｎｔ　Ｊ　Ｓｕｒｇ，２０１５，　１３：２３９—２４４．　１５　Ｐｈｅｌｐｓ　ＣＪ，Ｂａｌｌ　ＳＦ，Ｖａｎｓｈｔ　ＴＤ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｅ　ｐｉｇｓ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ＣＴＬＡ４一Ｉｇ［Ｊ］．　Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌｎａｔａｔｉｏｎ，２００９，１６（６）：４７７－４８５．　１６　Ｃｏｏｐｅｒ　ＤＫ，Ｅｋｓｅｒ　Ｂ，Ｒａｍｓｏｏｎｄａｒ　Ｊ，ｅｔ　ａ１．Ｔｈｅ　ｒｏｌｅ　ｏｆ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ　ｐｉｇｓ　ｉｎ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｒｅｓｅａｒｃｈ［Ｊ］．Ｊ　Ｐａｔｈｏｌ，２０１６，　２３８（２）：２８８－２９９．　１７　Ｈａｒａ　Ｈ，Ｗｉｔｔ　Ｗ，Ｃｒｏｓｓｌｅｙ　Ｔ，ｅｔ　ａ１．Ｈｕｍａｎ　ｄｏｍｉｎａｎｔ—ｎｅｇａｔｉｖｅ　ｃｌａｓｓ　ＩＩ　ｔｒａｎｓａｃｔｉｖａｔｏｒ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｉｇｓ・・ｅｆｆｅｃｔ　ｏｎ　ｔｈｅ　ｈｕｍａｎ　ａｎｔｉ・・ｐｉｇ　Ｔ－ｃｅｌｌ　ｉｍｍｕｎｅ　ｒｅｓｐｏｎｓｅ　ａｎｄ　ｉｍｍｕｎｅ　ｓｔａｔｕｓ［Ｊ］．Ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｙ，２０１３，１４０　（１）：３９—４６．　１８　Ｍｉｗａ　Ｙ，Ｙａｍａｍｏｔｏ　Ｋ，Ｏｎｉｓｈｉ　Ａ，ｅｔ　ａ１．Ｐｏｔｅｎｔｉｌａ　ｖａｌｕｅ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ｔｈｒｏｍｂｏｍｏｄｕｌｉｎ　ａｎｄ　ＤＡＦ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｆｏｒ　ｃｏａｇｕｌａｔｉｏｎ　ｃｏｎｔｒｏｌ　ｉｎ　ｐｉｇ－・ｔｏ－・　ｈｕｍａｎ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌｎａｔａｔｉｏｎ［１］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１０，１　７（１）：　２６—３７．　１９　Ｅｋｓｅｒ　Ｂ，Ｅｚｚｅｌａｒａｂ　Ｍ，Ｈａｒａ　Ｈ，ｅｔ　ａ１．Ｃｌｉｎｉｃａｌ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ：　ｔｈｅ　ｎｅｘｔ　ｍｅｄｉｃａｌ　ｒｅｖｏｌｕｔｉｏｎ？［Ｊ］．Ｌａｎｃｅｔ，２０１２，３７９（９８１６）：６７２．　６８３．　２０　Ｐｅｔｅｒｓｅｎ　Ｂ，Ｒａｍａｅｋｅｒｓ　Ｗ，Ｔｉｅｄｅ　Ａ，ｅｔ　ａ１．Ｐｉｇｓ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｅ　ｆｏｒ　ｈｕｍａｎ　ｔｈｒｏｍｂｏｍｏｄｕｌｉｎ　ｈａｖｅ　ｅｌｅｖａｔｅｄ　ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ａｃｔｉｖａｔｅｄ　ｐｒｏｔｅｉｎ　Ｃ［Ｊ］．　Ｘｅｎｏｔｒｎａｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２００９，１６（６）：４８６．４９５．　２１　Ｌｅｅ　ＨＪ，Ｌｅｅ　ＢＣ，Ｋｉｍ　ＹＨ，ｅｔ　ａ１．Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｉｇｓ　ｔｈａｔ　ｅｘｐｒｅｓｓ　ｈｕｍａｎ　ｄｅｃａｙ　ａｃｃｅｌｅｒａｔｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒ　ａｎｄ　ｃｅｌｌ　ｍｅｍｂｒａｎｅ—　ｔｅｔｈｅｒｅｄ　ｈｕｍａｎ　ｔｉｓｓｕｅ　ｆａｃｔｏｒ　ｐａｔｈｗａｙ　ｉｎｈｉｂｉｔｏｒ［Ｊ］．Ｒｅｐｍｄ　Ｄｏｍｅｓｔ　Ａｎｉｍ，２０１１，４６（２）：３２５—３３２．　２２　Ｃｈｏｉ　Ｋ，Ｓｈｉｍ　Ｊ，Ｋｏ　Ｎ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ　ｏｆｈｅｔｅｒｏｚｙｇｏｕｓ　ａｌｐｈａ　１，３－　ｇａｌａｅｔｏｓｙｈｒａｎｓｆｅｒａｓｅ（ＧＧＴＡ１）ｋｎｏｃｋ－ｏｕｔ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｅ　ｍｉｎｉａｔｕｒｅ　ｐｉｇｓ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ　ｈｕｍａｎ　ＣＤ３９［Ｊ］．Ｔｒｎａｓｇｅｎｉｃ　Ｒｅｓ，２０１７，２６（２）：２０９－２２４．　２３　Ｙａｚａｋｉ　Ｓ，１ｗａｍｏｔｏ　Ｍ，Ｏｎｉｓｈｉ　Ａ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｏｄｕｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ｃｌｏｎｅｄ　ｐｉｇｓ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ　ｈｕｍａｎ　ｔｈｒｏｍｂｏｍｏｄｕｌｉｎ　ｉｎ　ｅｎｄｏｔｈｅｌｉｌａ　ｃｅｉｌｓ［Ｊ］．　Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１２，１９（２）：８２—９１．　２４　Ｂａｌｄａｎ　Ｎ，Ｒｉｇｏｔｔｉ　Ｐ，Ｃａｌａｂｒｅｓｅ　Ｆ，ｅｔ　ａ１．Ｕｒｅｔｅｒａｌ　ｓｔｅｎｏｓｉｓ　ｉｎ　ＨＤＡＦ　ｐｉｇ－ｔｏ—ｐｒｉｍａｔｅ　ｒｅｎａｌ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ：ａ　ｐｈｅｎｏｍｅｎｏｎ　ｒｅｌａｔｅｄ　ｔｏ　ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｉｃａｌ　ｅｖｅｎｔｓ？［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌｎａｔ，２００４，４（４）：４７５　４８１．　２５　Ｈｉｇｇｉｎｂｏｔｈａｍ　Ｌ，Ｍａｔｈｅｗｓ　Ｄ，Ｂｒｅｅｄｅｎ　ＣＡ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｅ—ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ　ｎａｔｉｂｏｄｙ　ｓｃｒｅｅｎｉｎｇ　ａｎｄ　ａｎｔｉ—ＣＤ１５４　ｃｏｓｔｉｍｕｌａｔｉｏｎ　ｂｌｏｃｋａｄｅ　ｐｒｏｍｏｔｅ　ｌｏｎｇ—ｔｅｒｍ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｉｎ　ａ　ｐｉｇ—ｔｏ—ｐｒｉｍａｔｅ　ｋｉｄｎｅｙ　ｔｒｎａｓｐｌａｎｔ　ｍｏｄｅｌ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１５，２２（３）：２２１．２３０．　２６　１ｗａｓｅ　Ｈ，Ｌｊｕ　Ｈ，Ｗｉｊｋｓｔｅｒｍ　Ｍ，ｅｔ　ａ１．Ｐｉｇ　ｋｉｄｎｅｙ　ｇｒａｆｔ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｉｎ　ａ　ｂａｂｏｏｎ　ｆｏｒ　１３６　ｄａｙｓ：ｌｏｎｇｅｓｔ　ｌｉｆｅ－ｓｕｐｐｏｓｉｎｇ　ｏｒｇａｎ　ｇｒａｆｔ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｔｏ　ｄａｔｅ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１５，２２（４）：３０２－３０９．　２７　Ｃ０ｚｚｉ　Ｅ，Ｓｉｍｉｏｎｉ　Ｐ，Ｂｏｌｄｒｉｎ　Ｍ，ｅｔ　ａｌ。Ｅｆｆｅｃｔｓ　ｏｆ　ｌｏｎｇ—ｔｅｒｍ　ａｄｍｉｎｉｓｔｒａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｈｉ　ｇｈ—ｄｏｓｅ　ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ　ｈｕｍａｎ　ａｎｔｉｈｔｒｏｍｂｉｎ　ｉｎ　ｉｍｍｕｎｏｓｕｐｐｒｅｓｓｅｄ　ｐｒｉｍａｔｅ　ｒｅｃｉｐｉｅｎｔｓ　ｏｆ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔｓ［Ｊ］．　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２００５，８Ｏ（１０）：１５０１．１５１０．　２８　Ｃｏｗａｎ　ＰＪ，Ａｍｉｎｉａｎ　Ａ，Ｂａｒｌｏｗ　Ｈ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｏｔｅｃｔｉｖｅ　ｅｆｆｅｃｔｓ　ｏｆ　ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ　ｈｕｍａｎ　ａｎｔｉｔｈｒｏｍｂｉｎ　１１Ｉ　ｉｎ　ｐｉｇ・－ｔｏ－－ｐｒｉｍａｔｅ　ｒｅｎａｌ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒｎａｓｐｌａｎｔ，２００２，２（６）：５２０－５２５．　２９　１ｗａｓｅ　Ｈ．Ｅｚｚｅｌｒａａｂ　ＭＢ．Ｅｋｓｅｒ　Ｂ．ｅｔ　ａ１．Ｔｈｅ　ｒｏｌｅ　ｏｆ　ｐｌａｔｅｌｅｔｓ　ｉｎ　ｃｏａｇｕｌａｔｉｏｎ　ｄｙｓｆｕｎｃｔｉｏｎ　ｉｎ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，ａｎｄ　ｔｈｅｒａｐｅｕｔｉｃ　ｏｐｔｉｏｎｓ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１４，２１（３）：２０１—２２０．　３０　Ｒａｍｉｒｅｚ　Ｐ，Ｃｈａｖｅｚ　Ｒ，Ｍａｊａｄｏ　Ｍ，ｅｔ　ａ１．Ｌｉｆｅ－ｓｕｐｐｏｓｉｎｇ　ｈｕｍａｎ　ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔ　ｒｅｇｕｌａｔｏｒ　ｄｅｃａｙ　ａｃｃｅｌｅｒａｔｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｉｇ　ｌｉｖｅｒ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔ　ｍａｉｎｔａｉｎｓ　ｔｈｅ　ｍｅｔｂａｏｌｉｃ　ｆｕｎｃｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｃｏａｇｕｌａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｔｈｅ　ｎｏｎｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅ　ｆｏｒ　ｕｐ　ｔｏ　８　ｄａｙｓ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０００，７０　（７）：９８９－９９８．　３１　Ｅｋｓｅｒ　Ｂ，Ｌｏｎｇ　Ｃ，Ｅｅｈｅｖｅｒｒｉ　ＧＪ，ｅｔ　ａ１．Ｉｍｐａｃｔ　ｏｆ　ｔｈｒｏｍｂｏｃｙｔｏｐｅｎｉａ　ｏｎ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｏｆ　ｂａｂｏｏｎｓ　ｗｉｔｈ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｍｏｄｉｉｆｅｄ　ｐｉｇ　ｌｉｖｅｒ　ｔｒａｎｓｐｌｎａｔｓ：　・１２４・　中华移植杂志（电子版）２０１７年５月第１１卷第２期Ｃｈｉｎ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐ１ａｍ（Ｅ１ｅｃｔｍｎｉｃ　Ｅｄｉｔｉ０ｎ）．Ｍａｖ　２０１７、Ｖｏ１．１１．Ｎ０．２　ｃｌｉｎｉｃａｌ　ｒｅｌｅｙＲｎｃｅ【Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ，２０１０，１０（２）：２７３—２８５．　３２　Ｅｋｓｅｒ　Ｂ，Ｅｃｈｅｖｅｒｒｉ　ＧＪ，Ｈａｓｓｅｔｔ　ＡＣ，ｅｔ　ａ１．Ｈｅｐａｔｉｃ　ｆｕｎｅｔｉｏｎ　ａｆｔｅｒ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｉｓｌｅｔ　ｃｅｌｌ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｕｓｉｎｇ　ＧＴＫＯ，ＣＤ５５，ＣＤ５９，ａｎｄ　ｆｕｃｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ　ｍｕｌｔｉｐｌｅ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｄｏｎｏｒｓ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，　２０ｌ４，２１（３）：２４４—２５３．　４８　Ｓｃｈｍｉｄｔ　Ｐ，Ｇｏｔｏ　Ｍ，Ｌｅ　Ｍａｎｆ　Ｂ，ｅｔ　ａ１．Ａｄｅｎｏｖｉｎｓ—ｍｅｄｉｒａｔｅｄ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ＣＤ５５　ｏｒ　ＣＤ５９　ｐｒｏｔｅｃｔｓ　ａｄｕｌｔ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｉｓｌｅｔｓ　ｆｒｏｍ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ　ｐｉｇ　ｌｉｖｅｒ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｂａｂｏｏｎｓ［Ｊ］．　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１０，９０（５）：４８３—４９３．　３３　Ｙｅｈ　Ｈ，Ｍａｃｈａｉｄｚｅ　Ｚ，Ｗａｍａｌａ　Ｉ，ｅｔ　ａ１．Ｉｎｃｒｅａｓｅｄ　ｔｒａｎｓｆｕｓｉｏｎ－ｆｒｅｅ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ　ａｕｘｉｌｉａｒｙ　ｐｉｇ　ｌｉｖｅｒ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｎ［Ｊ］．ａ　Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１４，２１（５）：４５４—４６４．　３４　Ｋｕｗａｋｉ　Ｋ，Ｔｓｅｎｇ　ＹＬ，Ｄｏｒ　ＦＪ，ｅｔ　ａ１．Ｈｅａｒｔ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｂａｂｏｏｎｓ　ｕｓｉｎｇ　ａｌｐｈａ　１．３－ｇａｌａｃｔｏｓｙｈｒａｎｓｆｅｒａｓｅ　ｇｅｎｅ—ｋｎｏｃｋｏｕｔ　ｐｉｇｓ　ａｓ　ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔ－ｍｅｄｉａｔｅｄ　ｃｅｌｌ　ｌｙｓｉｓ　ｂｙ　ｈｕｍａｎ　ｓｅｒｎｍ［Ｊ］．　Ｔｒｎｓｐｌａｎｔａａｔｉｏｎ，２００３，７５（５）：６９７－７０２．　４９　Ｗｉｊｋｓｔｒｏｍ　Ｍ，Ｂｏｔｔｉｎｏ　Ｒ，１ｗａｓｅ　Ｈ，ｅｔ　ａ１．Ｇｌｕｃｏｓｅ　ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ　ｉｎ　ｐｉｇｓ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｎｇ　ｈｕｍａｎ　ｇｅｎｅｓ　ｕｎｄｅｒ　ａｎ　ｉｎｓｕｌｉｎ　ｐｒｏｍｏｔｅｒ［Ｊ］．　Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１５，２２（１）：７０—７９．　５０　Ｔｈｏｍｐｓｏｎ　Ｐ，Ｂａｄｅｌｌ　ＩＲ，Ｌｏｗｅ　Ｍ，ｅｔ　ａ１．Ｉｓｌｅｔ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｄｏｎｏｒｓｌ　ｉｎｉｔｉａｌ　ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ［Ｊ］．Ｎａｔ　Ｍｅｄ，２００５，１１（１）：２９—３１．　３５　Ｍａｆｉｅｚ　Ｒ，Ｌｏｐｅｚ－Ｐｅｌａｅｚ　Ｅ，Ｃｅｎｔｅｎｏ　Ａ，ｅｔ　ａ１．Ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｉｎ　ｐｉｇ　ｈｅａ￣ｓ　ｏｆ　ｂｏｔｈ　ｈｕｍａｎ　ｄｅｃａｙ—ａｃｃｅｌｅｒａｔｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒ　ａｎｄ　ｈｕｍａｎ　ｍｅｍｂｒａｎｅ　ｃｏｆａｃｔｏｒ　ｐｒｏｔｅｉｎ　ｄｏｅｓ　ｎｏｔ　ｐｒｏｖｉｄｅ　ａｎ　ａｄｄｉｔｉｏｎａｌ　ｂｅｎｅｆｉｔ　ｔｏ　ｔｈａｔ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ｄｅｃａｙ—ａｃｃｅｌｅｒａｔｉｎｇ　ｆａｃｔｏｒ　ａｌｏｎｅ　ｉｎ　ｐｉｇ　ｔｏ・－ｂａｂｏｏｎ　ｕｓｉｎｇ　ｇａｌ－ｄｅｆｉｃｉｅｎｔ　ｎｅｏｎａｔａｌ　ｄｏｎｏｒｓ　ｉｍｐｒｏｖｅｓ　ｅｎｇｒａｆｔｍｅｎｔ　ａｎｄ　ｆｕｎｃｔｉｏｎ　［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ，２０１１，１１（１２）：２５９３　２６０２．　５１　Ｌｅｅ　ＪＨ，Ｌｅｅ　ＨＪ，Ｎａｈｍ　ＫＭ，ｅｔ　ａ１．Ｅｆｆｅｃｔｓ　ｏｆ　ｃｏｍｂｉｎｅｄ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔ　ｒｅｇｕｌａｔｏｒｙ　ｐｒｏｔｅｉｎｓ　ａｎｄ　Ｈ—ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｃ　ｏｎ　ｔｈｅ　ｉｎｈｉｂｉｔｉｏｎ　ｏｆ　ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔ—ｍｅｄｉａｔｅｄ　ｃｙｔｏｌｙｓｉｓ　ｉｎ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｅｍｂｒｙｏｎｉｃ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２００４，７８（６）：９３０－９３３．　３６　ＭｃＧｒｅｇｏｒ　ＣＧ，Ｒｉｃｃｉ　Ｄ，Ｍｉｙａｇｉ　Ｎ，ｅｔ　ａ１．Ｈｕｍａｎ　ＣＤ５５　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｂｌｏｃｋｓ　ｈｙｐｅｒａｃｕｔｅ　ｒｅｊｅｃｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｒｅｓｔｒｉｃｔｓ　ｃｏｍｐｌｅｍｅｎｔ　ａｃｔｉｖａｔｉｏｎ　ｉｎ　Ｇａｌ　ｉｆｂｒｏｂｌａｓｔｓ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ　Ｐｒｏｃ，２００６，３８（５）：１６１８，１６２１．　５２　Ｐａｒｋ　ＪＹ，Ｐａｒｋ　ＭＲ，Ｂｕｉ　ＨＴ，ｅｔ　ａ１．ａｌ，３－ｇａｌａｃｔｏｓｙｈｒａｎｓｆｅｒａｓｅ　ｄｅｆｉｃｉｅｎｃｙ　ｉｎ　ｇｅｒｍ・－ｌｅｅ　ｍｉｆｎｉａｔｕｒｅ　ｐｉｇｓ　ｉｎｃｒｅａｓｅｓ　Ｎ—ｇｌｙｃｏｌｙｌｎｅｕｒａｍｉｎｉｃ　ａｃｉｄｓ　ａｓ　ｔｈｅ　ｘｅｎｏａｎｔｉｇｅｎｉｃ　ｄｅｔｅｒｍｉｎａｎｔ　ｉｎ　ｐｉｇ—ｈｕｍａｎ　ｋｎｏｃｋｏｕｔ　ｃａｒｄｉａｃ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔｓ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１２，９３（７）：６８６—　６９２．　３７　Ｅｓｔｒａｄａ儿，Ｍａｒｔｅｎｓ　Ｇ，Ｌｉ　Ｐ，ｅｔ　ａ１．Ｅｖａｌｕａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ａｎｄ　ｎｏｎ—　ｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅ　ａｎｔｉｂｏｄｙ　ｂｉｎｄｉｎｇ　ｔｏ　ｐｉｇ　ｃｅｌｌｓ　ｌａｃｋｉｎｇ　ＧＧＴＡ１／ＣＭＡ｝Ｌ／　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌｎｔａａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｃｅｌｌ　Ｒｅｐｒｏｇｒａｍ，２０１２，１４（４）：３５３－３６３．　５３　Ｋｕｍａｇａｉ—Ｂｒａｅｓｃｈ　Ｍ，Ｅｋｂｅｒｇ　Ｈ，Ｗａｎｇ　Ｆ，ｅｔ　ａ１．Ａｎｔｉ－ＬＦＡ一１　ｉｍｐｒｏｖｅｓ　ｐｉｇ　ｉｓｌｅｔ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔ　ｆｕｎｃｔｉｏｎ　ｉｎ　ｄｉａｂｅｔｉｃ　ｍｉｃｅ　ｗｈｅｎ　ｌｏｎｇ－ｔｅｒｍ　Ｂ４ＧａｌＮＴ２　ｇｅｎｅｓ［ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１５，２２（３）：１９４－２０２．　３８　Ｂｙｒｎｅ　ＧＷ，Ｓｅｈｉｒｍｅｒ　ＪＭ，Ｆａｓｓ　ＤＮ，ｅｔ　ａ１．Ｗａｒｆａｒｉｎ　ｏｒ　ｌｏｗ—　ｍｏｌｅｃｕｌａｒ－・ｗｅｉｇｈｔ　ｈｅｐａｒｉｎ　ｔｈｅｒａｐｙ　ｄｏｅｓ　ｎｏｔ　ｐｒｏｌｏｎｇ　ｐｉｇ－－ｔｏ・・ｐｒｉｍａｔｅ　ａｃｃｅｐｔａｎｃｅ　ｉｓ　ｉｎｄｕｃｅｄ　ｂｙ　ＣＴＬＡ４Ｉｇ／ａｎｔｉ—ＣＩＭＯＬ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，　２００７，８３（９）：ｌ２５９．１２６７．　５４　Ｋｌｙｍｉｕｋ　Ｎ，ｖａｎ　Ｂｕｅｒｃｋ　Ｌ，Ｂａｈｒ　Ａ，ｅｔ　ａ１．Ｘｅｎｏｇｒａｆｔｅｄ　ｉｓｌｅｔ　ｃｅｌｌ　ｃｌｕｓｔｅｒｓ　ｆｒｏｍ　ＩＮＳＬＥＡ２９Ｙ　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｉｇｓ　ｒｅｓｃｕｅ　ｄｉａｂｅｔｅｓ　ａｎｄ　ｐｒｅｖｅｎｔ　ｃａｒｄｉａｃ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔ　ｆｕｎｃｔｉｏｎ［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ，２００５，５（５）：１０１１－　ｌｌ２０．　３９　Ｃａｒｄｏｎａ　Ｋ，Ｋｏｒｂｕｔｔ　ＧＳ，Ｍｉｌａｓ　Ｚ，ｅｔ　ａ１．Ｌｏｎｇ—ｔｅｒｍ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｏｆ　ｎｅｏｎａｔａｌ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｉｓｌｅｔｓ　ｉｎ　ｎｏｎｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅｓ　ｂｙ　ｔａｒｇｅｔｉｎｇ　ｉｍｍｕｎｅ　ｒｅｊｅｅｔｉｏｎ　ｉｎ　ｈｕｍａｎｉｚｅｄ　ｍｉｃｅ［Ｊ］．Ｄｉａｂｅｔｅｓ，２０１２，６ｌ（６）：　１５２７．１５３２．　５５　１ｗａｓｅ　Ｈ，Ｅｋｓｅｒ　Ｂ，Ｓａｔｙａｎａｎｄａ　Ｖ，ｅｔ　ａ１．Ｉｎｉｔｉｌ　ｉａｎ　ｖｉｖｏ　ｅｘｐｅｒｉｅｎｃｅ　ｏｆ　ｃｏｓｔｉｍｕｌａｔｉｏｎ　ｐａｔｈｗａｙｓ［Ｊ］．Ｎａｔ　Ｍｅｄ，２００６，１２（３）：３０４—３０６．　４０　Ｈｅｒｉｎｇ　ＢＪ，Ｗｉｊｋｓｔｒｏｍ　Ｍ，Ｇｒａｈａｍ　ＭＬ，ｅｔ　ａ１．Ｐｒｏｌｏｎｇｅｄ　ｄｉａｂｅｔｅｓ　ｒｅｖｅｒｓａｌ　ａｆｔｅｒ　ｉｎｔｒａｐｏｒｔｌ　ｘｅｎｏｔａｒａｎｓｐｌｎｔａａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｗｉｌｄ－ｔｙｐｅ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｉｓｌｅｔｓ　ｐｉｇ　ａｒｔｅｒｙ　ｐａｔｃｈ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｉｎ　ｂａｂｏｏｎｓ　ｕｓｉｎｇ　ｍｕｔａｎｔ　ＭＨＣ　ｉｎ　ｉｍｍｕｎｏｓｕｐｐｒｅｓｓｅｄ　ｎｏｎｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅｓ［Ｊ］．Ｎａｔ　Ｍｅｄ，２００６，１２　（３）：３０１—３０３．　４１　Ｓｈｉｎ　ＪＳ．Ｋｉｍ　ＪＭ，Ｋｉｍ　ＪＳ，ｅｔ　ａ１．Ｌｏｎｇ—ｔｅｒｍ　ｃｏｎｔｒｏｌ　ｏｆ　ｄｉｂｅｔａｅｓ　ｉｎ　（ＣＩＩＴＡ－ＤＮ）ｐｉｇｓ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌ　Ｉｍｍｕｎｏｌ，２０１５，３２（２）：９９—１０８．　５６　Ｙｅｏｍ　Ｉ４３，Ｋｏｏ　ＯＪ，Ｙａｎｇ　Ｊ，ｅｔ　ａ１．Ｇｅｎｅｒａｔｉｏｎ　ａｎｄ　ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　ｈｕｍａｎ　ｈｅｍｅ　ｏｘｙｇｅｎａｓｅ一１　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｉｇｓ［Ｊ］．ＰＬｏＳ　Ｏｎｅ，２０１２，７　（１０）：ｅ４６６４６．　５７　Ｏｒｏｐｅｚａ　Ｍ，Ｐｅｔｅｒｓｅｎ　Ｂ，Ｃａｒｎｗａｔｈ　ＪＷ，ｅｔ　ａ１．Ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｏｆ　ｔｈｅ　ｈｕｍａｎ　Ａ２０　ｇｅｎｅ　ｉｎ　ｃｌｏｎｅｄ　ｐｉｇｓ　ｐｒｏｖｉｄｅｓ　ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ　ａｇａｉｎｓｔ　ｉｍｍｕｎｏｓｕｐｐｒｅｓｓｅｄ　ｎｏｎｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅｓ（ＮＨＰ）ｂｙ　ｔｈｅ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｏｆ　ａｄｕｌｔ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｉｓｌｅｔｓ［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ，２０１５，１５（１１）：２８３７－　２８５０．　４２　ｖａｎ　ｄｅｒ　Ｗｉｎｄｔ　ＤＪ，Ｂｏｔｔｉｎｏ　Ｒ，Ｃａｓｕ　Ａ，ｅｔ　ａ１．Ｌｏｎｇ—ｔｅｒｍ　ｃｏｎｔｒｏｌｌｅｄ　ｎｏｒｍｏｇｌｙｅｅｍｉａ　ｉｎ　ｄｉａｂｅｔｉｃ　ｎｏｎ—ｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅｓ　ａｆｔｅｒ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ａｐｏｐｔｏｔｉｃ　ａｎｄ　ｉｎｆｌａｍｍａｔｏｒｙ　ｓｔｉｍｕｌｉ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２００９，　１６（６）：５２２—５３４．　５８　Ｖａｂｒｅｓ　Ｂ，Ｌｅ　Ｂａｓ—Ｂｅｍａｒｄｅｔ　Ｓ，Ｒｉｏｃｈｅｔ　Ｄ，ｅｔ　ａ１．ｈＣＴＬＡ４－ｌｇ　ｗｉｔｈ　ｈＣＩＭ６　ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｉｓｌｅｔｓ［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌｎｔ，２００９，ａ９　（１２）：２７１６・２７２６．　４３　Ｂｏｔｔｉｎｏ　Ｒ，Ｔｒｕｃｃｏ　Ｍ．Ｕｓｅ　ｏｆ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ—ｅｎｇｉｎｅｅｒｅｄ　ｐｉｇ　ｄｏｎｏｒｓ　ｉｎ　ｔｒａｎｓｇｅｎｅ　ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ　ｉｎ　ｋｅｒａｔｏｅｙｔｅｓ　ｍｏｄｕｌａｔｅｓ　ｒｅｊｅｃｔｉｏｎ　ｏｆ　ｃｏｒｎｅａｌ　ｘｅｎｏｇｒａｆｔｓ　ｉｎ　ａ　ｐｉｇ　ｔｏ　ｎｏｎ—ｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅ　ａｎｔｅｒｉｏｒ　ｌａｍｅｌｌａｒ　ｋｅｒａｔｏｐｌａｓｔｙ　ｉｓｌｅｔ　ｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ【Ｊ］．Ｗｏｄｄ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ，２０１５，５（４）：２４３—２５０．　４４　Ｂｏｔｔｉｎｏ　Ｒ，Ｗｉｊｋｓｔｒｏｍ　Ｍ，ｖａｎ　ｄｅｒ　Ｗｉｎｄｔ　ＤＪ，ｅｔ　ａ１．Ｐｉｇ—ｔｏ—ｍｏｎｋｅｙ　ｍｏｄｅｌ【Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１４，２１（５）：４３１—４４３．　５９　Ｈａｒａ　Ｈ，Ｃｏｏｐｅｒ　ＤＫ．Ｔｈｅ　ｉｍｍｕｎｏｌｏｇｙ　ｏｆ　ｃｏｒｎｅａｌ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ：　ｉｓｌｅｔ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ　ｕｓｉｎｇ　ｍｕｌｔｉ－ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ　ｐｉｇｓ［Ｊ］．Ａｍ　Ｊ　Ｔｒａｎｓｐｌａｎｔ，２０１４，１４（１０）：２２７５—２２８７．　４５　Ｄｉｓｗａｌｌ　Ｍ，Ａｎｇｅｓｔｒｒｍ　Ｊ，Ｓｅｈｕｕｒｍａｎ　ＨＪ，ｅｔ　ａ１．Ｓｔｕｄｉｅｓ　ｏｎ　ｇｌｙｅｏｌｉｐｉｄ　ａｎｔｉｇｅｎｓ　ｉｎ　ｓｍａｌｌ　ｉｎｔｅｓｔｉｎｅ　ａｎｄ　ｐａｎｃｒｅａｓ　ｆｒｏｍ　ａｌｐｈａｌ，３一　ａ　ｒｅｖｉｅｗ　ｏｆ　ｔｈｅ　ｌｉｔｅｒａｔｕｒｅ［Ｊ］．Ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ，２０１０，１７（５）：　３３８．３４９．　６０　Ｃｏｈｅｎ　Ｄ，Ｍｉｙａｇａｗａ　Ｙ，Ｍｅｈｒａ　Ｒ，ｅｔ　ａ１．Ｄｉｓｔｉｂｕｔｒｉｏｎ　ｏｆ　ｎｏｎ－ｇａｌ　ｎｔａｉｇｅｎｓ　ｉｎ　ｐｉｇ　ｃｏｒｎｅａ：ｒｅｌｅｖａｎｃｅ　ｔｏ　ｃｏｒｎｅａｌ　ｘｅｎｏｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎ［Ｊ］．　Ｃｏｒｎｅａ，２０１４，３３（４）：３９０－３９７，　６１　Ｈａｍ　Ｈ，Ｋ０ｉｋｅ　Ｎ，Ｌ０ｎｇ　Ｃ，ｅｔ　ａ１．Ｉｎｉｔｉａｌ　打０　ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ　０ｆ　ｔｈｅ　ｇａｌａｅｔｏｓｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ　ｋｎｏｃｋｏｕｔ　ｍｉｎｉａｔｕｒｅ　ｓｗｉｎｅ［Ｊ］．Ｔｒａｎｓｐｌｎｔａｔａｉｏｎ，　２００７，８４（１Ｏ）：１３４８．１３５６．　４６　Ｃｈ０ｉ　Ｉ－ＩＪ，Ｌｅｅ　ＪＪ，Ｋｉｍ　ＤＨ．ｅｔ　ａ１．Ｂｌｏｃｋａｄｅ　ｏｆ　ＣＤ４０－ＣＤ１５４　ｃｏｓｔｉｍｕｌａｔｏｒｙ　ｐａｔｈｗａｙ　ｐｒｏｍｏｔｅｓ　ｌｏｎｇ　ｔｅｒｍ　ｓｕｒｖｉｖａｌ　ｏｆ　ｆｕｌｌ—ｔｈｉｃｋｎｅｓｓ　ｈｕｍａｎ　ｌｍｕｎｅ　ｒｅｓｐ０ｎｓｅ　ｔｏ　ｃ０ｍｅａ１　ｃｅＵｓ　ｆｌｍｍ　ｇｅｎｅｔｉｃａｌｌｙ　ｅｎ　ｎｅｅｒｅｄ　ｐｉｇｓ［Ｊ］．ＩｎＶｅｓｔ　Ｏｐｈｔｈａ１ｍｏｌ　Ｖｉｓ　ｓｃｉ，２Ｏｌ　１，５２（８）：５２７８—５２８６．　１　稿日期：２Ｏ１６－１１．２１）　ｐｏｒｃｉｎｅ　ｃｏｒｎｅａｌ　ｇｒｆｔａｓ　ｉｎ　ｎｏｎｈｕｍａｎ　ｐｒｉｍａｔｅｓ：ｃｌｉｎｉｃａｌｌｙ　ａｐｐｌｉｃａｂｌｅ　ｘｅｎｏｃｏｒｎｅａｌｔｒａｎｓｐｌｎｔａａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ａｍ　ＪＴｒａｎｓｐｌａｎｔ，２０１５，１５（３）：６２８—６４１．　４７　Ｃｈｅｎ　Ｙ，Ｓｔｅｗａｒｔ　ＪＭ，Ｇｕｎｔｈａ￣Ｍ，ｅｔ　ａ１．Ｘｅｎｏａｎｔｉｂｏｄｙ　ｒｅｓｐｏｎｓｅ　ｔｏ　（本文编辑：鲍夏茜）　陈鹏飞，聂惠蓉，戴一凡，等．基因修饰猪在异种器官移植中的研究进展［Ｊ／ＣＤ］．中华移植杂志：电子版，２Ｏ１７，ｌ１（２）：　ｌ１９．１２４．